Динамика инактивации вегетативной и споровой форм Bacillus anthracis в растворах глутарового альдегида

Исследования структуры возбудителя сибирской язвы в различных экологических нишах, в том числе при разных условиях хранения штаммов, продолжаются до настоящего времени. С целью фиксации клеток широкое распространение получили растворы глутарового альдегида разных концентраций. Однако, до настоящего времени не представлено работ, описывающих динамику инактивации различных форм Bacillus anthracis в вышеназванных растворах для выбора оптимального времени экспозиции. Цель работы – изучить динамику инактивации и изыскать оптимальное время фиксации вегетативной и споровой форм возбудителя сибирской язвы в растворах глутарового альдегида. В работе использовали штамм К-СТИ-79 возбудителя сибирской язвы. В качестве фиксирующего средства использовали 1 %-й, 2,5 %-й и 6 %-й 0,1 молярные растворы глутарового альдегида. Споровую и вегетативную формы возбудителя плотностью 500 млн м.к. и 20 млн м.к. в 1 см3 смешивали с 2,0 мл растворами глутаральдегида каждой концентрации. Экспозиции составили 1, 2, 3, 4 часа, 1, 2, 3, 4, 5 суток при температуре 4 ˚С. После экспозиции клетки осаждали центрифугированием, отмывали от глутарового альдегида и проверяли на жизнеспособность путем посева на МПА и выдерживанием их при 37 ˚С в течение 7 суток. В результате проделанной работы установлено, что растворы глутарового альдегида успешно справляются с инактивацией вегетативной и споровой форм возбудителя сибирской язвы. Скорость инактивации зависит от концентрации инактивирующего раствора и плотности клеточной суспензии. При использовании суспензий клеток с плотностью 500 млн м.к. в 1 см3 и 20 млн м.к. в 1 см3 обоих форм возбудителя было установлено, что 6 %-й раствор глутарового альдегида инактивировал возбудителя с наибольшей скоростью. Для инактивации вегетативной формы 500 млн суспензии клеток 6 %-му раствору глутаральдегида потребовалось 3 часа. Для споровой формы той же концентрации - 4 часа. Инактивация вегетативной формы 20 млн раствора клеток заняла 2 часа. Для инактивации споровой формы возбудителя потребовалось 3 часа.

1. Alam M.E., Kamal M.M., Rahman M., Kabir A., Islam M.S., Hassan J. Review of anthrax: A disease of farm animals. J Adv Vet Anim Res. 2022;9(2):323-334. doi:10.5455/javar.2022.i599

2. Bakhteeva I., Timofeev V. Some Peculiarities of Anthrax Epidemiology in Herbivorous and Carnivorous Animals. Life (Basel). 2022;12(6):870. doi:10.3390/life12060870

3. Родионов А.П., Артемьева Е.А., Мельникова Л.А., Косарев М.А., Иванова С.В. Особенности природной очаговости сибирской язвы и экологии Bacillusanthracis. Ветеринариясегодня. 2021(2): 151-158. Doi: 10.29326/7304-196X-7021-2-37-151-158

4. Wood J.P., Adrion A.C. Review of Decontamination Techniques for the Inactivation of Bacillus anthracis and Other Spore-Forming Bacteria Associated with Building or Outdoor Materials. Environ Sci Technol. 2019;53(8):4045-4062. doi: 10.1021/acs.est.8b05274

5. Setlow P. Spores of Bacillus subtilis: their resistance to and killing by radiation, heat and chemicals. J ApplMicrobiol. 2006;101(3):514-525. doi: 10.1111/j.1365-2672.2005.02736.x

6. Wood J.P., Wendling M., Richter W., Rogers J. The use of ozone gas for the inactivation of Bacillus anthracis and Bacillus subtilis spores on building materials. PLoS One. 2020;15(5):e0233291. doi: 10.1371/journal.pone.0233291

7. Wood J.P., Calfee M.W., Clayton M., et al. A simple decontamination approach using hydrogen peroxide vapour for Bacillus anthracis spore inactivation. J ApplMicrobiol. 2016;121(6):1603-1615. doi: 10.1111/jam.13284

8. Kenar L, Ortatatli M, Yaren H, Karayilanoglu T, Aydogan H. Comparative sporicidal effects of disinfectants after release of a biological agent. Mil Med. 2007;172(6):616-621. doi:10.7205/milmed.172.6.616

9. Richter W, Sunderman M, Willenberg Z, Calfee M, Serre S, Wood J.P. Effectiveness of formaldehyde in various soil types as a wide area decontamination approach for Bacillus anthracis spores. PLoS One. 2022;17(11):e0277941. doi: 10.1371/journal.pone.0277941

10. Meyer K.M., Tufts J.A., Calfee M.W., Oudejans L. Efficacy of sporicidal wipes for inactivation of a Bacillus anthracis surrogate. J ApplMicrobiol. 2014;117(6):1634-1644. doi: 10.1111/jam.12648

11. Chua J, Bozue JA, Klimko CP, et al. Formaldehyde and Glutaraldehyde Inactivation of Bacterial Tier 1 Select Agents in Tissues. Emerg Infect Dis. 2019;25(5):919-926. doi: 10.3201/eid2505.180928

12. Black D.G., Taylor T.M., Kerr H.J., Padhi S, Montville T.J., Davidson P.M. Decontamination of fluid milk containing Bacillus spores using commercial household products. J Food Prot. 2008;71(3):473-478. doi: 10.4315/0362-028x-71.3.473

13. Khadre, Yousef AE. Sporicidal action of ozone and hydrogen peroxide: a comparative study. Int J Food Microbiol. 2001;71(2-3):131-138. doi: 10.1016/s0168-1605(01)00561-x

14. Ichikawa T, Wang D, Miyazawa K, Miyata K, Oshima M, Fukuma T. Chemical fixation creates nanoscale clusters on the cell surface by aggregating membrane proteins. Commun Biol. 2022(5): 487. Doi: 10.1038/s42003-022-03437-2.

15. Gerhardt P, Black S.H. Permeability of bacterial spores. II. Molecular variables affecting solute permeation. J Bacteriol. 1961;82(5):750-760. doi: 10.1128/jb.82.5.750-760.1961

16. Koch, C., Jensen, S. S., Øster, A., Houen, G. A comparison of the immunogenicity of the native and denatured forms of a protein. Apmis 104.1‐6 (1996): 115-125.

17. Schwebach J.R., Jacobs W.R. Jr, Casadevall A. Sterilization of Mycobacterium tuberculosis Erdman samples by antimicrobial fixation in a biosafety level 3 laboratory. J ClinMicrobiol. 2001;39(2):769-771. doi: 10.1128/JCM.39.2.769-771.2001

18. Rikimaru T, Kondo M, Kajimura K, et al. Efficacy of common antiseptics against multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis. Int J Tuberc Lung Dis. 2002;6(9):763-770.

19. Brantner C.A., Hannah R.M., Burans J.P., Pope R.K. Inactivation and ultrastructure analysis of Bacillus spp. and Clostridium perfringens spores. MicroscMicroanal. 2014;20(1):238-244. doi: 10.1017/S1431927613013949

20. Сальникова М.М., Потехина Р.М., Саитов В.Р., Кашеваров Г.С., Баймухаметов Ф.З., Удальцов Е.А. Морфометрическая оценка особенностей влияния Селимакцида на ультраструктурную организацию клеток Escherichia coli и Salmonella enteritidis. Вестник КрасГАУ. 2022(11): 84-91. DOI: 10.36718/1819-4036-2022-11-84-91

21. Косарев М.А., Сальникова М.М., Кашеваров Г.С., Никитина А.А., Баймухаметов Ф.З., Саитов В.Р. Особенности ультраструктурной организации бактерий Brucella melitensis при воздействии гамма-лучей: морфометрический аспект. Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2022(9): 76-83. DOI: 10.53083/1996-4277-2022-215-9-76-83.

22. Герасимов В.Н., Дятлов И.А., Храмов М.В., Маринин Л.И., Голов Е.А., Миронова Р.И., Смирнов А.М., Бутко М.П. Морфопопуляционные и ультраструктурные особенности клеток возбудителя сибирской язвы, выделенных из макроорганизма. Доклады Российской академии сельскохозяйственных наук. 2010(3): 51-55.

23. Qin Y., Jiang W., Li A., Gao M., Liu H., Gao Y., Tian X., Gong G. Combination of paraformaldehyde and glutaraldehyde is a potential fixative for mitochondria. Biomolecules. 2021(11): 711. Doi: 10.3390/biom11050711.

24. Huebinger J., Spindler J., Holl K.J., Koos B. Quantification of protein mobility and associated reshuffling of cytoplasm during chemical fixation. Sci. Rep. 2018(8): 17756. Doi: 10.1038/s41598-018-36112-w.

25. Tanaka K.A.K., Suzuki K.G.N., Shirai Y.M., Shibutani S.T., Miyahara M.S.H., Tsuboi H., Yahara M., Yoshimura A., Mayor S., Fujiwara T.K., et al. Membrane molecules mobile even after chemical fixation. Nat. Methods. 2010(7): 865-866. Doi: 10.1038/nmeth.f.314.

26. Лабораторная диагностика и обнаружение возбудителя сибирской язвы: Методические указания. – М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора. 2009. – 69 с.